REVISTA DE ENFERMERÍA 

NUESTRO DEPARTAMENTO

 

 

GUÍA PARA LA TOMA DE HEMOCULTIVOS

María del Pilar Cuervo Polanco*, Clara Luz Rico Villegas**

 

Revisores

Juan Manuel Gómez, MD. Infectólogo Fundación Santa Fe de Bogotá
Sandra Beltrán, MD. Infectóloga Fundación Santa Fe de Bogotá Nohora Villegas de Merino, MD. Jefe del Departamento de Patología y Laboratorios. Fundación Santa Fe de Bogotá

PROPÓSITOS GENERALES

Esta guía está diseñada para proporcionar recomendaciones generales basadas en la evidencia y evitar falsos positivos en la toma de hemocultivos que puedan comprometer los resultados y por ende el tratamiento del paciente.

Las recomendaciones están categorizadas de acuerdo con la evidencia existente, racionalización teórica, aplicabilidad e impacto económico, de acuerdo con el planteamiento realizado por el Center for Disease Control (CDC) de Atlanta.

Categoría IA. Fuertemente recomendada por hospitales y soportada por estudios experimentales y epidemiológicamente bien diseñados.

Categoría IB. Fuertemente recomendada por hospitales y aceptada como efectiva por expertos y por el consenso del Hospital Infection Control Practice Advisory
Committee (HICPAC), basada en evidencia sugestiva y racional, aun cuando no se han realizado estudios científicos.

Categoría II. Su implementación ha sido sugerida por muchos hospitales. Las recomendaciones pueden ser respaldadas por estudios epidemiológicos o clínicos, un fuerte racionamiento teórico, o estudios definitivos aplicables a algunos, pero no a todos los hospitales.

Sin recomendación. No existe evidencia ni consenso suficientes.

 

1. INTRODUCCIÓN

La invasión de microorganismos en la sangre conlleva un considerable aumento de la morbi-mortalidad, representando así mismo una de las más severas causas de infección.

Los hemocultivos han llegado a considerarse un elemento importante para el diagnóstico de las bacteremias.

El problema es de considerable magnitud, cerca de 200.000 pacientes desarrollan bacteremia o fungemia anualmente en los Estados Unidos lo que se asocia con mortalidad en 20-50% de los casos. Muchos de estos episodios son nosocomiales y en algunas instituciones representan la mayoría de los casos; así mismo el aumento de la resistencia bacteriana está asociado con una gran morbilidad de los episodios adquiridos en la comunidad.(1)

La invasión de microorganismos ocurre por uno de dos mecanismos: drenaje desde un foco primario de la vía linfática al sistema vascular o directamente por el uso de agujas o materiales intravasculares contaminados (catéteres u otros dispositivos). Posteriormente el sistema inmune responde prontamente mediante los fagocitos y macrófagos que limpian el torrente sanguíneo en minutos u horas o por medio de los anticuerpos específicos contra el germen.(1)

La presencia de microorganismos en sangre puede representar una falla en el sistema de defensa del huésped para controlar la infección en su sitio original o la imposibilidad del médico para erradicar, drenar o remover el foco infeccioso.(2)

Los hemocultivos falsos positivos son muy frecuentes; por lo general, esto sucede porque la zona donde se toma la muestra está contaminada por la flora cutánea normal.(3)

2. DEFINICIÓN

El hemocultivo es un medio diagnóstico que se realiza para la detección e identificación de microorganismos en la sangre utilizando el examen directo y cultivo, y definir los patrones de susceptibilidad de las bacterias por medio del antibiograma.(1,4-5)

3. RECOMENDACIONES

3.1 Generales

Se requiere personal altamente calificado, utilización de técnica aséptica estricta e instrucciones detalladas para su manejo, además de políticas institucionales que garanticen las medidas para prevenir las infecciones.(6-13) Categoría IA
Obtener la muestra antes de iniciar la terapia antimicrobiana
Tomar 2 ó 3 muestras en episodios sépticos (14-16)
Evitar la contaminación externa
Obtener la muestra en cantidad suficiente (8-10 mL por botella en adultos y de 1-3 mL en pacientes pediátricos)(1,4,5,17,18)
Identificar los frascos con el nombre del paciente, inmediatamente antes de la toma de la muestra.(3,17)
Enviar rápidamente el material en recipiente bien sellado al laboratorio. El tiempo de transporte de las muestras no debe exceder los 30 minutos.(1-3,14)
Tomar muestras sanguíneas a través del CVC (catéter venoso central) únicamente en los siguientes casos:(6)

- Paciente sin vía de acceso venoso periférico disponible
- Pacientes en tratamiento con quimioterapia y difícil acceso venoso periférico
- Pacientes con coagulopatías
- Paciente con eutermia o hipertermia
(6)
- Orden médica del infectólogo.

3.2 Información al paciente

Antes del procedimiento explique claramente el objetivo del examen y el procedimiento que va a seguir.

3.3 Alistamiento de equipos

Verificar que el equipo esté completo: mascarilla con visera o tapabocas con gafas, gorro, guantes estériles,(3) paquetes de gasa estéril,(2) jabón y solución a base de yodo o clorhexidina, blusa o bata estéril,(1) torniquete,(1) esparadrapo, jeringas de aguja fija o punta luerlock(2) de 20 mL (para adultos) y de 3-5 mL para pacientes pediátricos, pericraneal con adaptador para muestras al vacío o camisa para toma de muestras al vacío.(1) Categoría II

Dos o tres frascos con medio de cultivo (caldo de soya y caseína TSA),(18) teniendo en cuenta lo siguiente:

- Para hemocultivos de rutina: un frasco para cultivo anaeróbico (frasco tapa amarilla) y dos frascos para cultivo aeróbico (frasco tapa azul)

- Para pacientes que estén recibiendo terapia antimicrobiana: un frasco para cultivo anaeróbico (frasco tapa amarilla), un frasco para cultivo aeróbico (bacterias y levaduras) (frasco tapa azul) y un frasco con resina para absorber antibióticos (frasco tapa gris).

- Para cultivos de hongos: dos frascos para hongos (frasco tapa verde).

- Para cultivos de micobacterias: dos frascos para micobacterias (frasco tapa blanca).

Identificar los frascos teniendo la precaución de no marcar o colocar la cinta de identificación del paciente sobre el código de barras presente en cada frasco. Los datos de identificación son: el nombre completo del paciente, fecha, número de historia clínica, hora de toma y número de secuencia (#1, #2, #3) Marque los frascos en la habitación del paciente.(1,2,4,18) Categoría II

3.4 Procedimiento

3.4.1 Preparación de la piel

3.4.1.1 Utilizar gorro, mascarilla con visera, bata, guantes y campos estériles.(6,7,19-24) Categoría IB

3.4.1.2 Seleccionar el sitio de venopunción para las dos tomas, venas de grueso calibre, preferiblemente la cefálica o basílica.(1,3)

3.4.1.3 Colocar una cinta adhesiva en la tapa protectora de los frascos y levantar con la cinta, volviendo a tapar ligeramente.

3.4.1.4 Realizar lavado de manos con yodopovidona al 10% o clorhexidina al 2% antes y después de realizar el procedimiento.(6,7,25,26) Teniendo en cuenta el protocolo institucional Categoría IA

3.4.1.5 Limpiar la piel en el área de inserción de la aguja haciéndo un círculo de 3 a 5 cm de diámetro con jabón yodado iniciando del centro a la periferia sin devolverse, luego aplicar solución yodada en el área y dejarla actuar durante dos minutos. Categoría IA(4,7,27-30)

3.4.1.6 Colocar el torniquete (o solicitar a la circulante ) 5 a 8 cm arriba del sitio por puncionar.(3)

Nota: cuando hay circulante en el procedimiento, ésta debe portar gorro y mascarilla.

3.4.2 Toma de muestra

3.4.2.1 Colocarse los guantes estériles manteniendo la técnica aséptica.

3.4.2.2 Insertar la aguja sin tocar o palpar el sitio de la venopunción. Utilizar sistema al vacío que consta de una camisa que se adapta al cuello del frasco del hemocultivo teniendo la precaución de mantener siempre el frasco en posición vertical con relación a las venas del paciente, para evitar que el líquido refluya a la vena. De lo contrario utilice jeringa con un pericraneal para darle extensión y posibilidad de inocular la sangre en dos botellas.(18)

3.4.2.3 Extraer la cantidad de sangre que se menciona a continuación y distribuirla en los frascos (previa asepsia del tapón con alcohol), así:(1,2,18)

Para hemocultivos de rutina: extraer 15 mL de sangre en el paciente adulto, introduzca 10 mL en el frasco #1 (tapa amarilla) y los 5 mL restantes en el frasco #2 (uno de los frascos tapa azul)

Para pacientes que estén recibiendo terapia antimicrobiana: extraer 10 mL de sangre en el paciente adulto, inocule 5 mL en el frasco #1 (tapa amarilla) y los 5 mL restantes en el frasco #2 (frasco tapa azul)

Para cultivos de hongos: extraer 10 mL de sangre en el paciente adulto, inocúlelo en el frasco #1 tapa verde.

Para cultivo de micobacterias: extraer 10 mL de sangre en el paciente adulto, inocule 5 mL en el frasco #1 (frasco tapa blanca) y los 5 mL restantes en el frasco #2  (frasco tapa blanca).

3.4.2.4 Mezclar suavemente los frascos utilizando la técnica de inversión.

3.4.2.5 Cambiar de guantes manteniendo la técnica aséptica y repetir el mismo procedimiento con la segunda venopunción (segundo sitio identificado) y distribuir de la siguiente manera.

Para hemocultivos de rutina: extraer 15 mL de sangre y adicionar 5 mL en el frasco #2 (tapa azul, anteriormente inoculado) completando 10 mL de volumen final y los otros 10 mL restantes inocúlelos en el frasco #3 (otro de los frascos tapa azul)

Para pacientes que estén recibiendo terapia antimicrobiana: extraer 15 mL y adicionar 5 mL en el frasco #2 (tapa azul, anteriormente inoculado) completando 10mL de volumen final y los 10 mL restantes inocúlelos en el frasco #3 (frasco tapa gris)

Para cultivos de hongos: extraer 10 mL de sangre en el paciente adulto, inocúlelo en el frasco #2 (frasco tapa verde).

3.4.10 Realice la disposición final de residuos hospitalarios y material cortopunzante teniendo en cuenta las normas de bioseguridad y el protocolo institucional.(31)

3.4.11 Coloque los frascos en una bolsa para transporte de muestras (bolsa transparente),(31) séllela y enviélas rápidamente al laboratorio clínico. El tiempo no debe exceder los 30 minutos.(1-3,14).

 

 

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